Ассоциация экспрессии генов в крови больных ревматоидным артритом с клиническими и лабораторными показателями до и после терапии метотрексатом

Определены гены, высокая базальная экспрессия которых указывает на эффективность терапии метотрексатом (МТ) в плане купирования воспаления и деструкции суставов у больных ревматоидным артритом (РА).

Цель – найти ассоциацию между начальной экспрессией генов mTOR (mammalian target of rapamycin), главного регулятора клеточного роста и пролиферации; ULK1 (маркера аутофагии); р21 (ингибитора циклин-зависимых киназ); каспазы 3 (индикатора апоптозной активности); ММП9 (матриксной металлопротеиназы 9) и катепсина К, участвующих в деструкции сустава, а также цитокинов: ФНОα (фактора некроза опухоли α), ТРФβ1 (трансформирующего ростового фактора β1) и Runx2 (Runt-related transcription factor) – в крови больных РА с активностью заболевания и деструкцией суставов до и после терапии МТ в течение 24 мес.

Материал и методы. Обследовано 40 больных РА (средний возраст – 47,5 года) с длительностью заболевания <2 лет и 26 здоровых доноров (средний возраст – 45,1 года). Все больные получали МТ в течение 2 лет. Клинический ответ оценивали по индексу DAS28, определяли также СОЭ, сывороточный уровень антител к циклическому цитруллинированному пептиду (АЦЦП), С-реактивного белка (СРБ) и ревматоидного фактора (РФ). Деструктивные изменения суставов оценивали с помощью рентгенографии. Кроме того, исследованы образцы крови и хряща коленного сустава 21 больного РА на поздней стадии заболевания (средний возраст – 50,4 года), а также хряща 25 здоровых лиц. Экспрессию генов в клетках периферической крови и хряща определяли посредством обратно-транскриптазной реакции и полимеразной цепной реакции в режиме реального времени.

Результаты и обсуждение. Терапия МТ значительно снижала активность заболевания по индексу DAS28, уровню СРБ, скованности, числу болезненных (ЧБС) и припухших (ЧПС) суставов, однако при этом значительно увеличивалась величина сужения суставной щели (ССЩ) по сравнению с началом терапии. Экспрессия генов ULK1, p21, MMP9, катепсина К и ТРФβ1 была повышена как в начале исследования, так и через 24 мес, тогда как изначально повышенная экспрессия mTOR, ФНОα, каспазы 3 и Runx2 снижалась к концу терапии до уровня здоровых лиц. Начальная экспрессия генов ТРФβ1, Runx2, каспазы 3, р21 отрицательно коррелировала с уровнем РФ, измеренным как в начале исследования, так и через 24 мес. Отмечена положительная корреляция начальной экспрессии ULK1 и ММП9 с уровнем СРБ до терапии, а также начальной экспрессии ММП9 – с исходным значением DAS28 и ЧПС. Кроме того, начальная экспрессия гена ФНОα положительно коррелировала с ССЩ в конце терапии, а генов р21, каспазы 3 и Runx2 – c изменением DAS28. Кроме того, отмечена отрицательная корреляция начальной экспрессии гена mTOR с ЧПС и числом эрозий, p21 и ФНОα – с ЧПС и ЧБС; ФНОα, ТРФβ1, Runx2 и катепсина К – с продолжительностью скованности в конце терапии. Положительная корреляция обнаружена между экспрессией генов катепсина К и ТРФβ1 в крови и суставном хряще больных РА на поздней стадии заболевания.

Заключение. Экспрессия генов ММП9 и ULK1 связана с активностью заболевания. Высокая начальная экспрессия остальных исследованных генов в крови ассоциируется с более эффективным воздействием МТ на скованность ( ФНОα, Runx2, катепсин К и ТРФβ1), ЧБС и ЧПС (mTOR, р21 и ФНОα) и прогрессирование деструкции суставов (mTOR) и, возможно, играет протективную роль. Положительная корреляция экспрессии генов ТРФβ1 и катепсина К в крови и суставном хряще может указывать на их корегуляцию в данных тканях при РА.

1. Насонов ЕЛ. Применение ритуксимаба при ревматоидном артрите. В кн.: Насонов ЕЛ, редактор. Анти-В-клеточная терапия в ревматологии: фокус на ритуксимаб. Москва: ИМА-ПРЕСС; 2012. С. 55-93 [Nasonov EL. The use of rituximab in rheumatoid arthritis. In: Nasonov EL, editor. Anti-B-kletochnaya terapiya v revmatologii: fokus na rituksimab [Anti-B-cell therapy in rheumatology: Focus on rituximab]. Moscow: IMAPRESS; 2012. P. 55-93].

2. Harris ED Jr. Rheumatoid Arthritis: pathophysiology and implications for therapy. N Engl J Med. 1990;322:1277-89. doi: 10.1056/NEJM199005033221805

3. Breedveld FC, Weisman MH, Kavanaugh AF, et al. The PREMIER study: A multicenter, randomized, double-blind clinical trial of combination therapy with adalimumab plus methotrexate versus methotrexate alone or adalimumab alone in patients with early, aggressive rheumatoid arthritis who had not had previous methotrexate treatment. Arthritis Rheum. 2006;54(1):26-37. doi: 10.1002/art.21519

4. Emery P, Breedveld FC, Hall S, et al. Comparison of methotrexate monotherapy with a combination of methotrexate and etanercept in active, early, moderate to severe rheumatoid arthritis (COMET): a randomized, double-blind, parallel treatment trial. Lancet. 2008;372(9636):375-82. doi: 10.1016/S0140-6736(08)61000-4

5. De Vries-Bouwstra JK, Goekoop-Ruiterman YP, Verpoort KN, et al. Progression of joint damage in early rheumatoid arthritis: association with HLA-DRB1, rheumatoid factor, and anti-citrullinated protein antibodies in relation to different treatment strategies. Arthritis Rheum. 2008;58(5):1293-8. doi: 10.1002/art.23439

6. Burmester GR, Mariette X, Montecucco C, et al. Adalimumab alone and in combination with disease-modifying antirheumatic drugs for the treatment of rheumatoid arthritis in clinical practice: the Research in Active Rheumatoid Arthritis (ReAct) trial. Ann Rheum Dis. 2007;66(6):732-9. doi: 10.1136/ard.2006.066761

7. Klareskog L, van der Heijde HD, de Jager JP, et al. Therapeutic effect of the combination of etanercept and methotrexate compared with each treatment alone in patients with rheumatoid arthritis: double-blind randomised controlled trial. Lancet. 2004;363(9410):675-81. doi: 10.1016/S0140-6736(04)15640-7

8. Emery P, Genovese MC, van VR, et al. Less radiographic progression with adalimumab plus methotrexate versus methotrexate monotherapy across the spectrum of clinical response in early rheumatoid arthritis. J Rheumatol. 2009;36(7):1429-41. doi: 10.3899/jrheum.081018

9. Tchetina EV, Squires G, Poole AR. Increased type II collagen degradation and very early focal cartilage degeneration is associated with upregulation of chondrocyte differentiation related genes in early human articular cartilage lesions. J Rheumatol. 2005;32(5):876-86.

10. Burska AN, Roget K, Blits M, et al. Gene expression analysis in RA: towards personalized medicine. Pharmacogenomics J. 2014;14(2):93-106. doi: 10.1038/tpj.2013.48

11. Blits M, Jansen G, Assaraf YG, et al. Methotrexate normalizes upregulated folate pathway genes in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum. 2013;65(11):2791-802. doi: 10.1002/art.38094

12. Tchetina ЕV, Demidova NV, Semyonova LA, et al. Differential expression of mammalian target of rapamycin (mTOR) in the peripheral blood of early-stage rheumatoid arthritis patients as a prognostic marker of the disease activity and knee joint destruction: a two year follow-up study. Ann Rheum Dis. 2010;69 Suppl 3:675.

13. Четина ЕВ, Демидова НВ, Каратеев ДЕ, Насонов ЕЛ. Гетерогенность первичных больных ревматоидным артритом по экспрессии генов в крови: теоретические основы дифференциального подхода к терапии. Научно-практическая ревматология. 2011;49(4):24-30 [Chetina EV, Demidova NV, Karateev DE, Nasovov EL. Heterogeneity of early rheumatoid arthritis patients according to blood gene expression: theoretical bases of a differential therapy approach. Nauchno-Prakticheskaya Revmatologiya = Rheumatology Science and Practice. 2011;49(4):24-30 (In Russ.)]. doi: 10.14412/1995-4484- 2011-57

14. Четина ЕВ, Семенова ЛА, Логунов АЛ и др. Повышенная экспрессия регуляторных генов в крови и суставном хряще больных ревматоидным артритом. Научно-практическая ревматология. 2012;50(4):44-8. [Chetina EV, Semyonova LA, Logunov AL, et al. Enhanced regulatory gene expressions in the blood and articular cartilage of patients with rheumatoid arthritis. Nauchno-Prakticheskaya Revmatologiya = Rheumatology Science and Practice. 2012;50(4):44-8 (In Russ.)]. doi: 10.14412/1995- 4484-2012-1111

15. Четина ЕВ, Демидова НВ, Каратеев ДЕ, Насонов ЕЛ. Анализ экспрессии генов в крови как дополнительный инструмент мониторинга терапии метотрексатом больных ревматоидным артритом. Научно-практическая ревматология. 2013;51(6):654-61 [Chetina EV, Demidova NV, Karateev DE, Nasonov EL. Analysis of gene expression in blood as an additional tool to monitor methotrexate therapy in patients with rheumatoid arthritis. Nauchno-Prakticheskaya Revmatologiya = Rheumatology Science and Practice. 2013;51(6):654-61(In Russ.)]. doi: 10.14412/1995-4484-2013-654-61

16. Четина ЕВ, Пиванова АВ, Кузикянц КХ и др. Мониторинг терапии ритуксимабом больных ревматоидным артритом посредством анализа экспрессии генов в периферической крови. Научно-практическая ревматология. 2014;52(3):263-9 [Chetina EV, Pivanova AV, Kuzikyants KK, et al. Rituximab therapy monitoring in patients with rheumatoid arthritis hrough peripheral blood gene expression analysis. Nauchno-Prakticheskaya Revmatologiya = Rheumatology Science and Practice. 2014;52(3):263-9 (In Russ.)]. doi: 10.14412/1995-4484- 2014-263-269

17. Tchetina EV, Demidova NV, Karateev DE, Nasonov EL. Rheumatoid factor positivity is associated with increased joint destruction and upregulation of matrix metalloproteinase 9 and cathepsin K gene expression in the peripheral blood in rheumatoid arthritis patients treated with methotrexate. Int J Rheumatol. 2013;2013:Article ID 457876. doi: 10.1155/2013/457876

18. Hä upl T, Yahyawi M, Lü bke C, et al. Gene expression profiling of rheumatoid arthritis synovial cells treated with antirheumatic drugs. J Biomol Screen. 2007;12(3):328-40. doi: 10.1177/1087057107299261

19. Walsh NC, Reinwald S, Manning CA, et al. Osteoblast function is compromised at sites of focal bone erosion in inflammatory arthritis. J Bone Miner Res. 2009;24(9):1572-85. doi: 10.1359/jbmr.090320

20. Komori T. Regulation of bone development and maintenance by Runx2. Front Biosci. 2008;13:898-903. doi: 10.2741/2730

21. Alliston T. TGF-β regulation of osteoblast differentiation and bone properties. J Musculoskelet Neuronal Interact. 2006;6(4):349-50.

22. Kim J, Jung Y, Sun H, et al. Erythropoietin mediated bone formation is regulated by mTOR signaling. J Cell Biochem. 2012;113(1):220-8. doi: 10.1002/jcb.23347

23. Tang CH, Lu DY, Tan TW, et al. Ultrasound induces hypoxiainducible factor-1 activation and inducible nitric-oxide synthase expression through the integrin/integrin-linked kinase/Akt/mammalian target of rapamycin pathway in osteoblasts. J Biol Chem. 2007;282(35):25406-15. doi: 10.1074/jbc.M701001200

24. Grcevic D, Jajic Z, Kovacic N, et al. Peripheral blood expression profiles of bone morphogenetic proteins, tumor necrosis factorsuperfamily molecules, and transcription factor Runx2 could be used as markers of the form of arthritis, disease activity, and therapeutic responsiveness. J Rheumatol. 2010;37(2):246-256. doi: 10.3899/jrheum.090167

25. Pohlers D, Beyer A, Koczan D, et al. Constitutive upregulation of the transforming growth factor-beta pathway in rheumatoid arthri￾tis synovial fibroblasts. Arthritis Res Ther. 2007;9(3):R59. doi: 10.1186/ar2217

26. Rooney T, Roux-Lombard P, Veale DJ, et al. Synovial tissue and serum biomarkers of disease activity, therapeutic response and radiographic progression: analysis of a proof-of-concept ran￾domised clinical trial of cytokine blockade. Ann Rheum Dis. 2010;69(4):706-14. doi: 10.1136/ard.2009.108324

27. Четина ЕВ, ДиБатиста Д, Пул АР. Роль простагландина E2 в ингибировании разрушения коллагена суставного хряща больных остеоартрозом. Научно-практическая ревматология. 2009;47(3):18-23 [Chetina EV, DiBattista D, Pool AR. Prostaglandin E2 role in inhibition of joint cartilage collagen destruction in patients with osteoarthritis. Nauchno-Prakticheskaya Revmatologiya = Rheumatology Science and Practice. 2009;47(3):18-24. (In Russ.)]. doi: 10.14412/1995-4484- 2009-1308

28. Yoshimura N, Ohmoto Y, Yasui H, et al. The direct effect of FK506 and rapamycin on interleukin 1(beta) and immunoglobulin production in vitro. Transplantation. 1994;57(12):1815-8. doi: 10.1097/00007890-199457120-00024

29. Foey AD, Feldmann M, Brennan FM. CD40 ligation induces macrophage IL-10 and TNF-alpha production: differential use of the PI3K and p42/44 MAPK-pathways. Cytokine. 2001;16(4):131- 42. doi: 10.1006/cyto.2001.0954

30. Carlson RP, Hartman DA, Tomchek LA, et al. Rapamycin, a potential disease-modifying antiarthritic drug. J Pharmacol Exp Ther. 1993;266(2):1125-38.

31. Bruyn GA, Tate G, Caeiro F, et al. Everolimus in patients with rheumatoid arthritis receiving concomitant methotrexate: a 3-month, double-blind, randomised, placebo-controlled, parallel-group, proof-of-concept study. Ann Rheum Dis. 2008;67(8):1090-5. doi: 10.1136/ard.2007.078808

32. Sugatani T, Hruska KA. Akt1/Akt2 and mammalian target of rapamycin/Bim play critical roles in osteoclast differentiation and survival, respectively, whereas Akt is dispensable for cell survival in isolated osteoclast precursors. J Biol Chem. 2005;280(5):3583-9. doi: 10.1074/jbc.M410480200

33. Glantschnig H, Fisher JE, Wesolowski G, et al. M-CSF, TNFalpha and RANK ligand promote osteoclast survival by signaling through mTOR/S6 kinase. Cell Death Differ. 2003;10(10):1165-77. doi: 10.1038/sj.cdd.4401285

34. Cejka D, Hayer S, Niederreiter B, et al. Mammalian target of rapamycin signaling is crucial for joint destruction in experimental arthritis and is activated in osteoclasts from patients with rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum. 2010;62(8):2294-302. doi: 10.1002/art.27504

35. Laragione T, Gulko PS. mTOR regulates the invasive properties of synovial fibroblasts in rheumatoid arthritis. Mol Med. 2010;16(9- 10):352-8. doi: 10.2119/molmed.2010.00049

36. Kneissel M, Luong-Nguyen NH, Baptist M, et al. Everolimus suppresses cancellous bone loss, bone resorption, and cathepsin K expression by osteoclasts. Bone. 2004;35(5):1144-56. doi: 10.1016/j.bone.2004.07.013

37. Welsing PM, van Gestel AM, Swinkels HL, et al. The relationship between disease activity, joint destruction, and functional capacity over the course of rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum. 2001;44(9):2009-17. doi: 10.1002/1529- 0131(200109)44:93.0.CO;2-L

38. Xue M, McKelvey K, Shen K, et al. Endogenous MMP-9 and not MMP-2 promotes rheumatoid synovial fibroblast survival, inflammation and cartilage degradation. Rheumatology (Oxford). 2014 Jun 29. pii: keu254. [Epub ahead of print].

39. Grassi F, Cristino S, Toneguzzi S, et al. CXCL12 chemokine upregulates bone resorption and MMP-9 release by human osteo￾clasts: CXCL12 levels are increased in synovial and bone tissue of rheumatoid arthritis patients. J Cell Physiol. 2004;199(2):244-51. doi.org/10.1002/jcp.10445

40. Kaneko M, Tomita T, Nakase T, et al. Expression of proteinases and inflammatory cytokines in subchondral bone regions in the destructive joint of rheumatoid arthritis. Rheumatology (Oxford). 2001;40(3):247-55. doi: 10.1093/rheumatology/40.3.247

41. Kim KS, Choi HM, Lee YA, et al. Expression levels and association of gelatinases MMP-2 and MMP-9 and collagenases MMP-1 and MMP-13 with VEGF in synovial fluid of patients with arthri￾tis. Rheumatol Int. 2011;31(4):543-7. doi: 10.1007/s00296-010- 1592-1

42. Chia WT, Chen YW, Cheng LY, et al. MMP-9 mRNA as a therapeutic marker in acute and chronic stages of arthritis induced by type II collagen antibody. J Formos Med Assoc. 2008;107(3):245- 52. doi: 10.1016/S0929-6646(08)60143-6

43. Senolt L, Grigorian M, Lukanidin E, et al. S100A4 is expressed at site of invasion in rheumatoid arthritis synovium and modulates production of matrix metalloproteinases. Ann Rheum Dis. 2006;65(12):1645-8. doi: 10.1136/ard.2005.047704

44. Di Girolamo N, Indoh I, Jackson N, et al. Human mast cellderived gelatinase B (matrix metalloproteinase-9) is regulated by inflammatory cytokines: role in cell migration. J Immunol. 2006;177(4):2638-50. doi: 10.4049/jimmunol.177.4.2638

45. Burrage PS, Mix KS, Brinckerhoff CE. Matrix metalloproteinases: role in arthritis. Front Biosci. 2006;11:529-43. doi: 10.2741/1817

46. Richardson VJ. Divergent and synergistic regulation of matrix metalloprotease production by cytokines in combination with C-C chemokines. Int J Immunopathol Pharmacol. 2010;23(3):715-26.

47. Huang JL, Wu SY, Xie XJ, et al. Inhibiting effects of Leflunomide metabolite on overexpression of CD147, MMP-2 and MMP-9 in PMA differentiated THP-1 cells. Eur J Pharmacol. 2011;670(1):304-10. doi: 10.1016/j.ejphar.2011.07.045

48. Vandooren B, Kruithof E, Yu DT, et al. Involvement of matrix metalloproteinases and their inhibitors in peripheral synovitis and down-regulation by tumor necrosis factor alpha blockade in spondylarthropathy. Arthritis Rheum. 2004;50(9):2942-53. doi: 10.1002/art.20477

49. Matsushita I, Uzuki M, Matsuno H, et al. Rheumatoid nodulosis during methotrexate therapy in a patient with rheumatoid arthri￾tis. Mod Rheumatol. 2006;16(6):401-3. doi: 10.3109/s10165-006- 0522-2

50. Van der Pouw Kraan TC, Wijbrandts CA, van Baarsen LG, et al. Responsiveness to anti-tumour necrosis factor alpha therapy is related to pre-treatment tissue inflammation levels in rheumatoid arthritis patients. Ann Rheum Dis. 2008;67(4):563-6. doi: 10.1136/ard.2007.081950

51. Lindberg J, af Klint E, Catrina AI, et al. Effect of infliximab on mRNA expression profiles in synovial tissue of rheumatoid arthritis patients. Arthritis Res Ther. 2006;8(6):R179. doi: 10.1186/ar2090

52. Catrina AI, Ulfgren AK, Lindblad S, et al. Low levels of apoptosis and high FLIP expression in early rheumatoid arthritis synovium. Ann Rheum Dis. 2002;61(10):934-6. doi: 10.1136/ard.61.10.934

53. Rasa K, Scheel-Toellner D, Lee C-Y, et al. Synovial fluid apoptosis is inhibited in patients with very early rheumatoid arthritis. Arthritis Res Ther. 2006;8(4):R120. doi: 10.1186/ar2009

54. Eguchi K. Apoptosis in autoimmune diseases. Intern Med. 2001;40(4):275-84. doi: 10.2169/internalmedicine.40.275

55. Sfikakis PP. The first decade of biologic TNF antagonists in clinical practice: lessons learned, unresolved issues and future directions. Curr Dir Autoimmun. 2010;11:180-210. doi: 10.1159/000289205

56. Eddy LJ, Goeddel DV, Wong GH. Tumor necrosis factor-alpha pretreatment is protective in a rat model of myocardial ischemiareperfusion injury. Biochem Biophys Res Commun. 1992;184(2):1056-9. doi: 10.1016/0006-291X(92)90698-K

57. Nelson SK, Wong GH, McCord JM. Leukemia inhibitory factor and tumor necrosis factor induce manganese superoxide dismutase and protect rabbit hearts from reperfusion injury. J Mol Cell Cardiol. 1995;27(1):223-9. doi: 10.1016/S0022-2828(08)80021-1

58. Yamashita N, Hoshida S, Otsu K, et al. The involvement of cytokines in the second window of ischaemic preconditioning. Br J Pharmacol. 2000;131(3):415-22. doi: 10.1038/sj.bjp.0703594

59. Lecour S, James RW. When are pro-inflammatory cytokines safe in heart failure? Eur Heart J. 2011;32(6):680-5. doi: 10.1093/eurheartj/ehq484

60. Burchfield JS, Dong JW, Sakata Y, et al. The cytoprotective effects of tumor necrosis factor are conveyed through tumor necrosis factor receptor-associated factor 2 in the heart. Circ Heart Fail. 2010;3(1):157-64. doi: 10.1161/CIRCHEARTFAILURE.109.899732